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質保3年只換不修，廠家長沙實了個驗儀器制造有限公司。
伯樂（Bio-Rad）Gene Pulser Xcell 電穿孔儀是一款用于基因導入、質粒轉化及細胞轉染的高性能設備。其工作原理是通過短暫高壓脈沖作用，使細胞膜瞬時形成可逆性微孔，使外源DNA、RNA或蛋白質等大分子進入細胞內部。要想獲得理想的轉化效率，樣本準備 是整個實驗流程中最為關鍵的環節之一。
樣本準備不僅包括細胞的預處理與感受態制備，還涉及質粒或核酸樣品的純化、緩沖體系的優化、樣品溫度控制及雜質去除等多個方面。任何微小的偏差都可能導致電弧放電、細胞死亡或轉化效率下降。因此，系統、標準化的樣本準備是保障電穿孔實驗成功率的前提。
電穿孔是一種精細的物理導入方法，實驗中所有參數均依賴于樣本狀態。若細胞濃度、溶液電導率或DNA純度不符合要求，將直接影響膜電勢變化與孔洞形成。良好的樣本準備能夠：
提高細胞存活率：避免因離子濃度過高造成的過度放電或熱損傷；
提高轉化效率：確保DNA能順利進入細胞并在復蘇期完成整合；
減少實驗誤差：提高不同實驗間的重復性和可比性；
延長儀器壽命：防止電弧放電造成電極損傷。
在 Gene Pulser Xcell 系統中，樣本準備需遵循以下總體要求：
低電導率：樣品溶液必須去離子化，避免鹽分殘留；
低溫操作：操作應在冰上完成，保持4℃環境以減少細胞應激；
無氣泡與雜質：氣泡會導致電場集中，引起電弧；
均勻混合：DNA或RNA與感受態細胞應充分混勻但避免劇烈震蕩；
快速處理：混合樣品應立即進行電擊，防止膜電位變化失衡。
以大腸桿菌（E. coli）為代表的原核細胞體積小、膜厚、對電擊耐受性高。
特點：
易制備高活性感受態；
轉化效率受鹽濃度與電場強度影響明顯；
使用 0.1 cm 或 0.2 cm 電穿孔杯效果較好。
細胞壁較厚，導入效率低于細菌，但可通過酶解預處理改善。
特點：
需去除細胞壁或使用酶解法形成原生質體；
含高滲保護劑（如山梨醇、甘露醇）以維持形態；
電壓與電容需高于細菌體系。
膜結構脆弱，對電擊極為敏感。
特點：
需在等滲緩沖液中處理；
方波模式優于指數衰減波；
電擊后迅速復蘇以提高存活率。
去壁細胞，體積大，需中強度電場。
特點：
操作環境需高滲；
細胞數量控制精確；
電擊后需補充Ca2?促進膜修復。
以大腸桿菌為例：
步驟
取單克隆菌落接種入5 mL LB液體培養基，37℃振蕩過夜；
次日1:100比例接種入新鮮LB培養基；
培養至OD600≈0.5（對數生長期）；
置冰上冷卻10 min以抑制代謝；
4℃、4000 rpm離心10 min，棄上清；
用預冷無菌10%甘油溶液洗滌三次；
最終重懸于少量10%甘油中（約2×10? cells/mL）；
分裝至無菌離心管，置冰上待用或-80℃保存。
注意事項
培養基必須不含鹽（NaCl等）殘留；
洗滌液使用無離子甘油可顯著降低電導；
細胞狀態對電轉化效率影響顯著，過老或過嫩均不宜使用。
步驟
培養至對數期，離心收集細胞；
用1.2 M山梨醇緩沖液洗滌2次；
以溶壁酶或Zymolyase處理30 min制備原生質體；
再次離心洗滌并重懸于高滲緩沖液中；
置冰上備用。
要點
原生質體制備需在無菌條件下完成；
電穿孔時液體體積控制在40–60 μL；
電擊后立即加入山梨醇復蘇液防止破裂。
準備步驟
將細胞培養至70–80%融合度；
使用胰酶輕柔消化，離心收集；
用無Ca2?、無Mg2? PBS洗滌2次；
重懸于等滲電穿孔緩沖液（如Cytoporation Buffer）中；
計數調整至1×10? cells/mL；
放置冰上備用。
注意事項
避免細胞聚集或氣泡；
所有緩沖液需過濾除菌；
不可使用含血清或鹽分高的培養液。
電穿孔對DNA純度要求極高。
要求與處理：
純度A260/A280應在1.8–2.0；
徹底脫鹽，避免任何Tris、NaCl、EDTA殘留；
溶解介質推薦無離子水或低離子緩沖液（如TE 1:100稀釋）；
儲存于-20℃，使用前置冰解凍。
濃度建議
對細菌：10–100 ng/μL；
對動物細胞：1–5 μg/mL；
過高濃度會導致電導率上升，增加電弧風險。
RNA或蛋白轉染樣品應保持結構完整。
RNA樣品需避免RNase污染；
蛋白樣品應保持緩沖液電導率低且pH 7.0–7.4；
可在電擊前加入穩定劑如甘油或蔗糖以保護樣品。
一般情況下，DNA與感受態細胞體積比例為1:20至1:40。
例如：
40 μL細胞 + 1–2 μL DNA。
將感受態細胞加入至預冷電穿孔杯；
加入DNA樣品輕輕混勻；
確保液面平整無氣泡；
放置冰上待電擊，不超過2分鐘。
所有操作均應在冰上完成；
混合后應立即進行電擊；
若出現氣泡，應棄樣重新配制。
電穿孔過程中能量釋放迅速，會導致局部加熱。若樣本溫度過高，細胞會迅速死亡。
溫度控制措施：
電擊前樣品保持在0–4℃；
電擊后立即加入預溫復蘇液（37℃），避免溫差沖擊；
每次電擊間隔至少5分鐘，使電極降溫。
離子濃度控制：
使用去離子水或低離子甘油溶液制備細胞懸液；
避免NaCl、KCl、Tris等強電解質；
若必須加入離子組分，應控制在1–5 mM以下。
立即復蘇
電擊結束后，在杯中迅速加入1 mL預溫SOC或特定復蘇液；
輕柔混勻
避免劇烈搖動，防止受損細胞破裂；
復蘇培養
對細菌：37℃搖床復蘇1小時；
對動物細胞：37℃、5% CO?培養2–4小時后更換新培養基；
檢測與保存
電轉后取部分樣品接種平板驗證陽性克隆；
余下樣品可冷凍保存以供分析。
| 問題 | 可能原因 | 解決措施 |
|---|---|---|
| 電弧放電 | 樣品鹽濃度過高或有氣泡 | 徹底脫鹽、排氣泡 |
| 無菌落生成 | 電壓過高或細胞死亡 | 降低電壓或縮短脈沖 |
| 轉化率低 | DNA質量差或濃度不當 | 重新純化DNA、優化比例 |
| 樣品加熱 | 電容過大或脈沖過長 | 減小電容值 |
| 波形異常 | 電極污染或樣品量不符 | 清潔杯體、重新配樣 |
在樣本準備過程中，應建立詳細記錄表，包括：
樣品編號與制備時間；
感受態細胞OD值與保存條件；
DNA濃度與純度；
電擊參數及時間常數；
電擊前后樣品體積與溫度。
記錄數據用于質量追蹤與后期實驗優化。
隨著實驗室自動化的發展，部分樣本制備流程已可通過機器人系統實現。
未來優化方向包括：
自動溫控與攪拌系統：確保混合均勻且溫度恒定；
微流控上樣系統：精確控制電場作用體積；
低離子仿生緩沖液：在保持生理穩定的同時減少電導率；
預警檢測機制：實時監控導電率與溫度，防止電弧。
長沙實了個驗儀器制造有限公司 為伯樂 Gene Pulser Xcell 系列設備的授權技術服務單位，提供：
原廠耗材供應與電穿孔杯更換；
樣品制備指導與標準操作培訓；
定期校正與性能檢測；
三年質保，只換不修，確保實驗安全高效；
提供定制化參數優化方案。
該服務體系確保科研人員在樣本準備與儀器使用全過程中獲得專業技術保障。
樣本準備是電穿孔實驗的核心環節。無論是細胞活性、DNA純度、緩沖液組成，還是溫度與離子濃度的控制，均直接影響導入效果。
通過科學、系統的準備流程，可顯著提升實驗穩定性與轉化效率。Gene Pulser Xcell 電穿孔儀憑借精準的脈沖控制與可靠的硬件系統，為各種細胞類型的基因導入提供理想平臺。在廠家長沙實了個驗儀器制造有限公司的技術支持與質保體系下，研究人員能夠安全、穩定地開展長期實驗工作，確保數據真實可靠。
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